ウシ（BSA）とヒト（HSA）血清アルブミンとイオン界面活性剤の相互作用に関する分光研究

ウシ（BSA）およびヒト（HSA）血清アルブミンは、同様の折りたたみ、よく知られている一次構造を持っているため、生物物理学的および生化学的研究で頻繁に使用され、多くの異なるカテゴリの小分子の結合に関連しています。BSAとHSAの重要な違いの1つは、ウシアルブミンには2つのトリプトファン残基があり、ヒトアルブミンにはユニークなトリプトファンがあるという事実です。この研究では、BSAとHSAといくつかのイオン界面活性剤、すなわちアニオン性ドデシル硫酸ナトリウム（SDS）、カチオン性セチルトリメチルアンモニウム塩化物（CTAC）、およびZWITITIONIC N-HEXADECYL-N、N-ジメチル-3-ムモニウム - - 3-ムンモニウム - - 3---ムモニウム - 固有のトリプトファンと循環二球菌分光法の蛍光分光法により監視されている1-プロパンスルホン酸（HPS）。3つの界面活性剤すべてとBSAと低濃度での相互作用では、蛍光の消光が行われ、船尾分析により「効果的な」関連定数をタンパク質に推定できます。SDS、CTACおよびHPSのpH 7.0の場合、これらの定数は、それぞれ、（1.4 +/- 0.1）x 10（5）m（-1）、（8.9 +/- 0.1）x 10（3）m（-1）および（1.4 +/- 0.1）x 10（4（4））M（-1）。界面活性剤結合により、最大放出の青いシフトが345〜330 nmに観察されます。蛍光発光スペクトルの分析により、ネイティブタンパク質、界面活性剤タンパク質複合体および部分的に変性したタンパク質に関連する溶液中の3種を分離することができました。低界面活性剤濃度での結合は、陽性協同性とタンパク質に存在するカチオン性またはアニオン性残基の数に非常に近い多くの界面活性剤結合部位を示す丘プロットモデルに従います。円形二色性データは、界面活性剤添加時の二次構造の部分的な損失を裏付け、血清アルブミンの高い安定性を示しました。界面活性剤とHSAの相互作用は、BSAへの影響とは反対の低濃度での蛍光の増強を示し、このタンパク質に固有の埋もれたトリプトファン残基の存在と一致して、ネイティブ状態にかなり静的なクエンチングを伴いました。低濃度での界面活性剤の効果は、筋肉酸の効果と非常に類似しており、電子相互作用によって調節された疎水性相互作用を介した非特異的結合を示唆しています。トリプトファン残基の近くの変化は、最近公開されたHsa Myristate複合体の結晶構造に基づいて議論されています（S. Curry et al。、Nat。struct。Biol。5（1998）827）。

Bovine (BSA) and human (HSA) serum albumins are frequently used in biophysical and biochemical studies since they have a similar folding, a well known primary structure, and they have been associated with the binding of many different categories of small molecules. One important difference of BSA and HSA is the fact that bovine albumin has two tryptophan residues while human albumin has a unique tryptophan. In this work results are presented for the interaction of BSA and HSA with several ionic surfactants, namely, anionic sodium dodecyl sulfate (SDS), cationic cethyltrimethylammonium chloride (CTAC) and zwitterionic N-hexadecyl-N,N-dimethyl-3-ammonium-1-propanesulfonate (HPS), as monitored by fluorescence spectroscopy of intrinsic tryptophans and circular dichroism spectroscopy. On the interaction of all three surfactants with BSA, at low concentrations, a quenching of fluorescence takes place and Stern-Volmer analysis allowed to estimate their 'effective' association constants to the protein: for SDS, CTAC and HPS at pH 7.0 these constants are, respectively, (1.4+/-0.1) x 10(5) M(-1), (8.9+/-0.1) x 10(3) M(-1) and (1.4+/-0.1) x 10(4) M(-1). A blue shift of maximum emission is observed from 345 to 330 nm upon surfactant binding. Analysis of fluorescence emission spectra allowed to separate three species in solution which were associated to native protein, a surfactant protein complex and partially denatured protein. The binding at low surfactant concentrations follows a Hill plot model displaying positive cooperativity and a number of surfactant binding sites very close to the number of cationic or anionic residues present in the protein. Circular dichroism data corroborated the partial loss of secondary structure upon surfactant addition showing the high stability of serum albumin. The interaction of the surfactants with HSA showed an enhancement of fluorescence at low concentrations, opposite to the effect on BSA, consistent with the existence of a unique buried tryptophan residue in this protein with considerable static quenching in the native state. The effects of surfactants at low concentrations were very similar to those of myristic acid suggesting a non specific binding through hydrophobic interaction modulated by eletrostatic interactions. The changes in the vicinity of the tryptophan residues are discussed based on the recently published crystallographic structure of HSA myristate complex (S. Curry et al., Nat. Struct. Biol. 5 (1998) 827).