プロトコル：窒素飢vの下でのモスモスの物理ココリウムパテンで胞子体生成を誘導するための改善された方法

背景：陸上植物はハプロジ型のライフサイクルを示し、それにより、半細胞体と二倍体の両方の世代で多細胞体が発達します。ブリオフィロ植物として知られる早期に駆け込む陸上植物は、胞子体として知られる二倍体生成の短命の多細胞体が母体の半数化した配偶子組織に発達する半数体優位のライフサイクルを持っています。Moss Physcomitrium（Physcomitrella）Patensは、進化植物の発達研究における最も強力なモデルシステムの1つになりました。P. patensの二倍体胞子植物を誘導するために、いくつかのプロトコルが実装されています。従来のアプローチの1つは、完全に滅菌するのが困難なピートモスから作られたJiffy-7ペレットで、約1か月間の1か月間、約1か月間、約1か月間育てることです。ライフサイクル全体ですべての組織を取得するためのより効率的な方法は、P。patensの研究を加速する必要があります。 結果：ここで、P。patensの成長と発達に対する窒素症状の影響を調査しました。GameTangiaとその後の胞子植物の形成が窒素を含まない成長条件によって促進されるという発見に基づいて、Jiffy-7ペレットなしのBCDベースの固体培地を使用して、P。patensの胞子体誘導のための改善されたプロトコルを提供します。プロトコルは2つのステップで構成されています。第一に、25°Cで連続光下で窒素が豊富な培地上のプロトネマタと着た団体を培養し、胞子体誘導のために短い日、15°Cで窒素を含まない培地にガメトフォアを移します。このプロトコルにより、誘導期間を短縮し、培養空間を減らすことができます。 結論：胞子体の形成を誘導するためのより効率的で短縮されたプロトコルは、肥大化またはP. patensの二倍体胞子植物生成の将来の研究に貢献します。

BACKGROUND: Land plants exhibit a haplodiplontic life cycle, whereby multicellular bodies develop in both the haploid and diploid generations. The early-diverging land plants, known as bryophytes, have a haploid-dominant life cycle, in which a short-lived multicellular body in the diploid generation, known as the sporophyte, develops on the maternal haploid gametophyte tissues. The moss Physcomitrium (Physcomitrella) patens has become one of the most powerful model systems in evolutionary plant developmental studies. To induce diploid sporophytes of P. patens, several protocols are implemented. One of the conventional approaches is to grow approximately one-month-old gametophores for another month on Jiffy-7 pellets made from the peat moss that is difficult to fully sterilize. A more efficient method to obtain all tissues throughout the life cycle should accelerate studies of P. patens. RESULTS: Here, we investigated the effect of nitrogen conditions on the growth and development of P. patens. We provide an improved protocol for the sporophyte induction of P. patens using a BCD-based solid culture medium without Jiffy-7 pellets, based on the finding that the formation of gametangia and subsequent sporophytes is promoted by nitrogen-free growth conditions. The protocol consists of two steps; first, culture the protonemata and gametophores on nitrogen-rich medium under continuous light at 25 °C, and then transfer the gametophores onto nitrogen-free medium under short-day and at 15 °C for sporophyte induction. The protocol enables to shorten the induction period and reduce the culture space. CONCLUSIONS: Our more efficient and shortened protocol for inducing the formation of sporophytes will contribute to future studies into the fertilization or the diploid sporophyte generation of P. patens.